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Worthington丨艾美捷代理果胶酶,解锁植物细胞的钥匙

发布者:艾美捷科技    发布时间:2025-10-13     
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在植物生物技术的核心领域,存在着一个基本而关键的挑战:如何突破坚韧的植物细胞壁,获取内部充满活力的原生质体,为遗传转化、细胞融合及生理研究打开大门。应对这一挑战,离不开一把高效的“生物钥匙”——纯化果胶酶。它并非一种单一的酶,而是一个协同作战的酶系军团,专门负责解构植物细胞间的“水泥”和骨架,是现代植物学研究不可或缺的精锐工具。

 

Worthington

 

一、Worthington多兵种协同作战的酶复合体

纯化果胶酶的有效性,源于其多组分的协同作用。它的核心任务是解聚果胶物质——这是植物细胞壁和中胶层中一种复杂多糖,其酯化程度各异。为此,该制剂中不仅含有直接攻击果胶主链的果胶裂解酶和多聚半乳糖醛酸酶,还包含了果胶酯酶,后者负责去除果胶分子上的甲酯,为前两者的进一步水解扫清障碍。

 

更值得注意的是,此产品还含有显著的半纤维素酶、纤维素酶和木聚糖酶活性。这意味着,它并非只针对果胶这一种成分,而是能同时对细胞壁中的多种结构性多糖发起攻击。纤维素酶开始松动细胞壁的纤维素微纤丝骨架,而半纤维素酶和木聚糖酶则负责分解填充在骨架之间的基质。这种多管齐下的策略,使得纯化果胶酶能够高效、温和地瓦解植物细胞壁的组织结构,为后续实验的成功奠定了坚实基础。

 

二、Worthington果胶酶(货号:WBC-LS004298)原生质体制备的核心利器

纯化果胶酶最为成功的应用之一,便是与纯化纤维素酶联手,从多种植物系统中高产率地分离出有活性的原生质体。

 

原生质体,即去除了细胞壁的植物细胞,是植物遗传工程、体细胞杂交和基础生理研究的理想材料。要实现这一目标,必须彻底但又不损伤细胞活性地去除细胞壁。实验证明,将浓度为0.1%至0.5%的纯化果胶酶,与0.5%至1.5%的纯化纤维素酶配合使用,在24°C至37°C的温度下处理1至16小时,能够在对细胞本身造成最小伤害的前提下,高效地完成这一任务。这一方案已在玉米、大豆、红甜菜、向日葵、番茄和柑橘等多种重要经济作物上取得了成功,证明了其广泛的适用性和可靠性。

 

三、Worthington酶活定义与精准质检

为确保每一批产品都具有一致且可靠的效能,纯化果胶酶的活性被精确定义。一个酶活力单位是指在37°C、pHWorthington5.0的条件下,每分钟从多聚半乳糖醛酸中释放出1微摩尔D-半乳糖醛酸的酶量。

 

这种定量的检测方法基于使用新铜试剂盐酸盐比色法测定还原糖的释放。具体而言,需要配制pHWorthington5.0的柠檬酸/磷酸盐缓冲液作为WorthingtonassayWorthingtonbuffer,以及两种显色试剂(试剂A含碳酸钠、甘氨酸和硫酸铜;试剂B为新铜试剂盐酸盐溶液)。以0.5%的多聚半乳糖醛酸为底物,通过测量酶反应后产生的D-半乳糖醛酸量,来精确计算出样品中果胶酶的活性。这种严谨的质控流程,确保了科研数据的可重复性和精确性。

 

四、Worthington稳定存储与操作要点

作为一款生物活性制品,纯化果胶酶的储存和处理有其特殊要求。最关键的一点是:防潮。

 

产品本身具有极强的吸湿性。一旦暴露在空气中吸收水分,就会变得粘稠,不仅难以准确称量,更可能导致酶活性的下降甚至失效。因此,正确的操作流程是:在收到产品后,若非一次性使用整瓶,应立即在干燥环境下将其分装成一次性使用的小份,紧密盖好后,置于2-8°C冰箱中干燥冷藏。严格遵守这一存储规范,产品通常可在该条件下稳定保存4-6个月。

 

五、Worthington在酶制剂家族中的定位

纯化果胶酶并非孤立存在。在Worthington的产品生态中,它与纯化纤维素酶构成了最经典的“黄金搭档”,专门用于植物细胞壁的消化。此外,它与胶原酶、胰蛋白酶等动物组织消化酶功能上形成互补,分别针对植物和动物两大生物王国不同的细胞外基质。它本身含有的多种活性,也与中性蛋白酶、木瓜蛋白酶等蛋白水解酶在应用场景上有所区别,共同构成了一个全面满足不同生物降解需求的工具库。

 

结语

总而言之,源自黑曲霉的纯化果胶酶,凭借其多组分协同作用的强大能力、在原生质体制备中卓越的表现,以及明确规范的活性定义和存储要求,已然成为现代植物生物技术领域一把精准而高效的“钥匙”。它巧妙地解开了植物细胞壁的坚硬枷锁,让研究人员得以深入探索植物细胞的内部世界,从而在基础科学研究和农业应用创新中,开启了无数新的可能性。掌握并善用这把钥匙,意味着在解锁植物生命奥秘的征程中,又向前迈进了坚实的一步。

 

文献参考:

Albersheim, P. and Killias, U.

Studies Relating to the Purification and Properties of Pectin Transeliminase , Arch Biochem Biophys 97 , 107 , 1962

 

Baldwin, E. and Pressey, R.

Pectic Enzymes in Pectolyase - Separation, Characterization, and Induction of Ethylene in Fruits , Plant Physiol 90 , 191 , 1989

 

Dygert, S. , Li, L. , Florida, D. and Thoma, J.

Determination of Reducing Sugar with Improved Precision , Anal Biochem 13 , 367 , 1965


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